Клиническая и экспериментальная хирургия

Меню

1 . 2017

Ортотопическая трансплантация печени в эксперименте

Резюме

Освоение тонкостей хирургической техники, развитие адекватной и быстрой реакции на тяжелые интраоперационные осложнения оптимально при проведении операций в экспериментальной хирургической лаборатории. В статье обобщен опыт ортотопической трансплантации печени с применением активного вено-венозного шунтирования в эксперименте на поросятах. Выполнено 9 экспериментов с 48-часовой выживаемостью 55,6%. Проанализированы технические особенности операции на поросятах, предложена модификация техники наложения анастомозов с повышением их надежности.

Ключевые слова:ортотопическая трансплантация печени, вено-венозное шунтирование

Клин. и эксперимент. хир. Журн. им. акад. Б.В. Петровского. 2017. № 1. С. 91-97.

DOI: 10.24411/2308-1198-2017-00026

Статья поступила в редакцию: 19.05.2016. Принята в печать: 10.11.2016.

Заболевания печени с развитием цирроза, ассоциированного клинического состояния, характеризуются высокими показателями летальности и неблагоприятным прогнозом [1]. Единственным радикальным методом лечения цирроза и некоторых других хронических заболеваний печени является ее трансплантация [1, 3, 4, 20]. Первую успешную операцию по пересадке печени человека в 1967 г. выполнил T. Starzl [4]. Ей предшествовали годы напряженной работы в лаборатории и экспериментальной операционной. Несколько неудачных попыток трансплантации окончились фатально. Упорству пионеров трансплантологии не было границ: только T. Starzl провел свыше 200 экспериментов на собаках [4].

И в наши дни хирурги отрабатывают практические навыки не только в симуляционных центрах и на тканевых муляжах, но и в экспериментальной работе. Только настоящая операция в условиях, максимально приближенных к клиническим, позволяет предельно точно воссоздать атмосферу операционной, напряжение для работы ума и рук хирурга [2]. Трансплантология в целом и трансплантация печени в частности остается одной из наиболее сложных отделов хирургии. Она требует максимальной концентрации внимания и прецизионной техники, что делает экспериментальную хирургию привлекательной для обучения будущих хирургов-трансплантологов.

Выбор экспериментальной модели при изучении трансплантации печени невелик. Стремление к максимальному клиническому приближению требует хорошего соответствия анатомического строения организму человека. Исторически для отработки техники трансплантации органов используются собаки, приматы и свиньи. Использование для экспериментов собак и приматов сопряжено с большим количеством сложностей в уходе, обеспечении рядом медикаментов, а также проблемами этического характера [28]. Большинство этих проблем нивелируются при использовании свиней. Кроме сходной анатомии и простого ухода свиньи обладают еще одним достоинством, что делает их идеальной моделью для трансплантаций, - высокой степенью иммунологической толерантности. Это позволяет снизить дозировку иммуносупрессивных препаратов или вовсе отказаться от их введения [6, 9] и полностью сконцентрироваться на технических особенностях операции, анализе ошибок и осложнений. Известный пионер трансплантологии и трансплантации печени Calne после многих лет работы на собаках отказался от этой модели в пользу свиней [6].

Широко используются свиньи при исследованиях в области трансплантации печени и в наше время [5, 7, 9, 15, 17, 23]. Известно большое количество модификаций ортотопической трансплантации печени (ОТП) как с применением венозного шунта, так и без него [1-3, 9, 20]. Ряд исследователей не применяет обходное шунтирование, прибегая к различным способам стабилизации гемодинамики, вплоть до окклюзии абдоминальной аорты [14, 17]. Однако физиология свиней не позволяет им адекватно переносить длительную венозную окклюзию, что приводит к катастрофическим нарушениям гемодинамики [17, 27, 28]. Большинство современных исследователей склоняются к использованию активного порто-кава-югулярного шунтирования [10, 22, 25], которое позволяет добиться стабильной и предсказуемой гемодинамики в агепатический период. Для освоения методики ОТП мы также использовали венозное шунтирование.

В нашем вузе на базе кафедры нормальной и топографической анатомии с курсом оперативной хирургии с 2012 г. функционирует студенческая лаборатория экспериментальной хирургии, в которой студенты, интерны, ординаторы и молодые хирурги имеют возможность организовывать и проводить хирургические эксперименты различной сложности. Вопросами ОТП мы занимаемся с 2015 г.

Цели данной работы - освоение техники ОТП в эксперименте на свиньях, отработка мануальных навыков, создание оптимальных алгоритмов операции и анестезиологического обеспечения в условиях хирургической лаборатории Дальневосточного государственного медицинского университета.

Материал и методы

С мая 2015 по март 2016 г. нами было проведено 9 экспериментов по ОТП с использованием поросят пород ландрас и йоркшир среднего возраста 3,3 мес (медиана - 3 мес) со средним весом 18 кг (медиана - 17 кг). В качестве доноров печени использовали поросят обоих полов, по возрасту и массе максимально близких к реципиенту (оптимальным было использование животных из одного помета). Реципиентом во всех случаях выступали самки, что обусловлено невозможностью катетеризации мочевого пузыря у самцов без уретротомии [26, 27]. Иммуносупрессию не проводили ни в одном случае, за исключением введения пульс-дозы метил-преднизолона при реперфузии графта (30 мг/кг). Согласно общепринятому мнению, оптимальная масса животных для подобной операции - 30-35 кг [6, 9, 10, 25], однако трудности в обеспечении должного ухода за большими животными вынудили нас использовать поросят с меньшей массой тела. Уход за животными, обеспечение эксперимента, наблюдение и вывод животных из него выполняли в соответствии с Европейской конвенцией о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов или в иных научных целях (Страсбург, 18.03.1986). Инвазивный или неинвазивный мониторинг и постановку артериальных или венозных катетеров для мониторинга и инфузий выполняли согласно общепринятым международным руководствам по работе с лабораторными свиньями [8, 18, 26, 27].

За 2 сут до операции животных переводили на безшлаковую диету для уменьшения объема кишечника (в первую очередь спиральной толстой кишки). Применять для этих целей голод [18, 25, 27] мы считаем не вполне гуманным. За 1 сут до операции животных готовили к эксперименту. Для этого после внутримышечного введения раствора ксилазина в дозировке 1-5 мг/кг им устанавливали периферический венозный катетер в среднюю ушную вену. Под внутривенной седацией пропофолом 1-3 мг/кг (дробное введение 1 раз в 15-20 мин) проводили санитарную обработку и атравматичное бритье животных.

При подготовке к эксперименту мы проводили работу с нативными свиными висцерокомплексами, что помогло нам на практике изучить особенности анатомии, а также найти точки риска при выполнении этапов операции.

Операции донору и реципиенту последовательно выполняла одна бригада с максимальным сокращением времени консервации органа. Для донора применяли тотальную внутривенную анестезию с искусственной вентиляцией легких.

Эксплантация печени

После антисептической обработки кожи выполняли широкую срединную лапаротомию от основания мечевидного отростка до лобкового симфиза. Устанавливали самоудерживающийся ретрактор Бальфура для удержания брюшной стенки. Кишечник накрывали влажной пеленкой и смещали влево для лучшей экспозиции ворот печени и нижней полой вены (НПВ). Препаровку воротных структур осуществляли в следующем порядке: общий желчный проток-артерия-воротная вена (ВВ). Для облегчения дальнейшей работы холедох после его препаровки пересекали между клипсами максимально близко к двенадцатиперстной кишке. Важные особенности анатомии печеночной артерии у свиней - ее большая вариабельность по сравнению с человеческой, а также деление на конечные ветви в проксимальной трети печеночно-двенадца- типерстной связки (ПДС) [6, 24]. В связи с этим любые артериальные сосуды пересекали только после полной препаровки ствола общей печеночной артерии и идентификации всех отходящих ветвей. Мобилизацию воротной вены проводили с ее полным освобождением от окружающих тканей, воротных лимфатических узлов, которые в зависимости от воз- раста и индивидуальных особенностей животных располагаются у истока и по окружности ВВ [27]. От каждого лимфоузла (чаще встречалось 3) непосредственно в ВВ впадает вена значительного диаметра, повреждение которой приводит к массивному кровотечению. После мобилизации ВВ до места слияния верхней брыжеечной и селезеночной вен и их терминальных отделов выделяли подпеченочный участок нижней полой вены (ПНПВ). При ее препаровке значительные трудности представляет отделение правого надпочечника, лежащего непосредственно на стенке вены и отдающего к ней ряд коротких вен. Мобилизацию ПНПВ выполняли до места впадения левой почечной вены. В последнюю очередь выделяли надпеченочный отдел НПВ (ННПВ). Пересекали серповидную и треугольные связки, визуализировали места впадения диафрагмальных вен (обычно 3), которые прошивали максимально близко к стволу ННПВ. Циркулярно рассекали диафрагму с оставлением вокруг ННПВ мышечного ободка, выделяли внутригрудной сегмент НПВ и грудную аорту. После этого выполняли системную гепаринизацию (300 ЕД/кг). Последовательно пережимали сосуды в следующем порядке: грудная аорта, спустя минуту отжимали селезеночную и верхнюю брыжеечные вены, ПНПВ на уровне впадения почечных вен. Десангвинацию органа в центральное венозное русло проводили путем мягкого сдавления печени, после чего пережимали НПВ непосредственно у места входа в сердечную сумку. Одновременно с этим бригада анестезиологов забирала кровь донора из катетеризированной сонной артерии в гемокон для последующей трансфузии реципиенту. Сосуды пересекали под зажимами, печеночную артерию забирали вместе с чревным стволом, печень извлекали из брюшной полости, помещали на лед и немедленно начинали отмывание охлажденным до 4 °С гепаринизированным раствором Рингера через культю ВВ. После отмывания органа от крови перфузию продолжали холодным раствором HTK "Кустодиол". Отдельно проводили перфузию артериальной системы, декомпрессию и отмывание билиарного дерева [25]. При экспериментальной ОТП, как и в клинике, наиболее часто применяется именно раствор НТК [1, 7, 25]. Он обеспечивает оптимальное сохранение функции печеночного графта на сроках до 10 ч [1, 4, 20]. Методики по гипотермической перфузии донорской печени в период холодовой ишемии [16] не применялись.

После прекращения перфузии окончательно препарировали сосуды, выполняли холецистэкто- мию. Подготовка ННПВ заключалась в максимальном иссечении остатков диафрагмы, коагуляции ее краев, контроле герметичности устьев диафрагмальных вен. После окончания препаровки печень помещали в стерильный пластиковый пакет с холодным раствором НТК, во второй пакет помещали стерильную ледовую крошку. Упакованный таким образом донорский орган помещали в сумку-термос с постоянным контролем темпера- туры (3-4 °С).

Реципиенту проводили ингаляционную анестезию изофлураном (1-3 об. %) [8]. Для сокращения степени кровопотери предоперационно проводили гемодилюцию растворами коллоидов в дозировке 8±2 мл/кг. Для сохранения стабильной гемодинамики в агепатический период рутинно применяли активное вено-венозное шунтирование по схеме ВВ + ПНПВ-наружная яремная вена. Шунтирование осуществляли при помощи роликовых насосов аппарата ИК через контур типа аппарата cell-saver. Подобное решение позволило широко применять аутотрансфузию потерянной крови.

Трансплантация печени

После выполнения срединной лапаротомии и установки ретрактора Бальфура кишечник смещали влево и защищали влажной пеленкой. Осуществляли препаровку воротных структур. Холедох выделяли из ПДС, оставляя на нем максимально возможное количество окружающей клетчатки, и пересекали у места впадения пузырного протока. Мобилизовали печеночную артерию, оставляя максимально возможную длину сосуда, пересекали ее между клипсами. Выделяли ВВ, избегая ее повреждения, препарировали ее исток и терминальный отдел верхней брыжеечной вены. Остатки ПДС рассекали между лигатурами. Мобилизовали ПНПВ до уровня впадения правой почечной вены, а также участок НПВ ниже места впадения левой почечной вены. Рассекали треугольные и серповидную связки, мобилизовали место выхода ННПВ из печени, позадипеченочную связку. После проведения системной гепаринизации выполняли канюляцию проксимальной части ВВ через кисетный шов (полипропилен 6-0) изогнутой венозной канюлей 8-10 Fr. Аналогичным образом канюлировали НПВ ниже почечных вен, канюлей 14-16 Fr с направлением "клюва" канюли краниально. Канюли подключали к магистрали венозного оттока. Последовательно пережимали: ПНПВ - над правой почечной веной, ВВ - сразу дистальнее венозной канюли, начинали активное порто-кава-югулярное шунтирование. Мягким сдавлением печени осуществляли десангвинацию печени реципиента, после чего накладывали зажим на ННПВ с захватом части окружающей диафрагмы. Выполняли гепатэктомию. Донорскую печень извлекали из упаковки, помещали в стерильный таз со льдом. Осуществляли контроль гемостаза в ложе печени, остаточной ткани печени по задней стенке ННПВ. На края ННПВ накладывали провизорные швы двуигольной нитью полипропилен 6-0. Донорскую ННПВ отсекали над уровнем остаточной диафрагмы, в соответствующих краях второй иглой провизорного шва накладывали швы из просвета (методика "вывернутого рукава" [25]), орган опускали в брюшную полость, провизорные швы завязывали либо оставляли, при использовании парашютного шва. Из просвета накладывали шов на заднюю стенку ННПВ, снаружи - на переднюю, нити шва завязывали. Далее осуществляли наложение анастомоза ВВ, предварительно иссекая лишний донорский участок, полипропиленовой нитью 6-0. Перед наложением последних стежков на стенку ВВ, через культю донорской ПНПВ отмывали печень от консервирующего раствора теплым раствором лактата Рингера [25] с эвакуацией жидкости через отверстие в анастомозе ВВ. После отмывания на культю ПНПВ накладывали зажим, шов ВВ завязывали с оставлением фактора роста. Снимали зажим с ННПВ, оценивали состоятельность анастомоза, снимали зажим с ВВ и осуществляли реперфузию печени. Накладывали анастомоз ПНПВ, деканюлировали венозную систему с инактивацией гепарина протамина сульфатом в стандартной дозировке. Восстанавливали проходимость артерии (узловой шов, полипропилен 7/8-0), и холедоха (непрерывный шов "конец в конец", полипропилен 6/7-0). К моменту наложения артериального анастомоза в случае успешного восстановления функции донорской печени начинала активно выделяться желчь. Проводили окончательный контроль гемостаза, ушивание раны через все слои с оставлением активного дренажа Блэка в области ворот печени. Для профилактики послеоперационного пареза кишечника проводили новокаиновую блокаду корня брыжейки. Реципиента экстубировали на столе. В послеоперационном периоде оценивали уровень бодрствования, показатели активированного времени свертывания крови, pH артериальной крови, SpO2, наличие отделяемого по дренажу. Всех переживших операцию животных наблюдали в течение 48 ч, после чего их выводили из эксперимента.

Результаты и обсуждение

Из 9 экспериментов на различных этапах операции погибли 4 реципиента, у одного из них зафиксировано первичное отсутствие функции трансплантата. Остальные 5 животных успешно перенесли операцию и наблюдались в течение последующих 48 ч, после чего выводились из эксперимента. Подробные характеристики пар "донор-реципиент", длительность этапов операции и исходы приведены в таблице.

Наиболее сложным этапом сосудистой реконструкции при классической трансплантации печени является наложение анастомоза надпеченочной НПВ [1, 3, 17, 25]. В связи с этим различными исследователями было предложено множество моди- фикаций методики, в том числе гепатэктомия с сохранением НПВ реципиента. Особенность анатомии НПВ у свиней заключается в ее внутрипеченочном расположении со множеством впадающих мелких печеночных вен. Таким образом, удалить печень реципиента без НПВ невозможно [27]. Другой неприятной особенностью, с которой нам пришлось столкнуться, является практически полное отсутствие надпеченочного сегмента НПВ, особенно по задней стенке, что приводило к наложению шва фактически на ткань печени и нередко к прорезыванию стежков с последующим кровотечением. Данная особенность, по результатам литературного анализа [25, 27], работы с висцерокомплексами взрослых свиней, в большей степени свойственна поросятам и нивелируется по мере роста и набора массы тела. Таким образом, особенности анатомического строения обусловили выбор сосудистой реконструкции. Наиболее часто при классической ОТП как в клинике, так и в эксперименте для восстановления проходимости ННПВ используется простой обвивной шов "конец в конец" [1-4, 6, 13, 21]. Однако в условиях описанной анатомии подобное наложение анастомоза приводит к интерпозиции печеночной ткани в просвет анастомоза по задней стенке. При целенаправленном литературном поиске мы нашли методику восстановления целостности ВВ, получившую название "вывернутый рукав" [21]. Суть методики заключается в соединении донорской ВВ с манжеткой вывернутой ВВ реципиента с максимально возможной адаптацией интимы. Подобная методика применительно к ана- стомозу ННПВ была описана Speltzer и соавт. [25]. В прилагаемом к его статье видеоруководстве заметны остаточная печеночная ткань, а также прекрасная адаптация интимы НПВ. При апробации методики в эксперименте было отмечено крайне неудобное положение зоны анастомоза для сшивания, что приводило к неравномерности наложения стежков, негерметичности анастомозов и отразилось в массивной интраоперационной кровопотере и гибели животных. Методика Speltzer была модернизирована: вместо первичных узлов стежки накладывали на расстоянии, что позволило получить достаточное пространство при выполнении шва задней стенки. Ни одного случая кровотечения после модификации методики не отмечено.

Восстановление проходимости подпеченочного сегмента НПВ у свиней также имеет особенности, обусловленные анатомическим строением. Из-за внутрипеченочного расположения НПВ большая ее часть от устья правой почечной вены покрыта тканью хвостатой доли печени [9, 27], таким образом, при накладывании швов хирург вынужден захватывать в шов ткань графта. Выполнение данного анастомоза требует особой концентрации и мастерства хирурга, в противном случае неминуемо прорезывание швов с массивным кровотечением [9].

Проходимость ВВ восстанавливали по классической методике, изложенной многими авторами [1, 3, 4, 13, 21]. Важной особенностью метода является оставление при формировании узла фактора роста - участка нити над анастомозом, длиной от 1/3 до 1/2 анастомоза, который препятствует гофрированию вены и развитию стеноза.

В связи с малым диаметром общей печеночной артерии восстановление проходимости артерии представляет определенные трудности. Часть исследователей для этого используют донорскую аорту, с наложением анастомоза "конец в бок" [2, 6], другие - места естественных расширений артерии в месте отхождения ее ветвей (например, гастродуоденальной артерии), при их рассечении получается артериальная заплата, достаточная для наложения непрерывного шва [25]. В своих экспериментах мы применяли вторую методику, однако малый размер животных вынуждал использовать узловой шов в большинстве случаев. Ни одного случая тромбоза анастомоза не отмечено.

Восстановление пассажа желчи при ОТП представляет трудную задачу для хирурга. Именно билиарные анастомозы ведут к большей части осложнений трансплантации печени как в клинике, так и в эксперименте [1, 4, 11]. Наиболее часто при ОТП у свиней встречается несостоятельность анастомоза с развитием желчного перитонита. Самой надежной техникой при оценке ранних осложнений является шов холедоха "конец в конец" [11], ее мы применяли во всех экспериментах. Ни одного случая несостоятельности анастомоза не отмечено. Развитие поздних осложнений (стриктуры анастомоза) в связи с малым сроком наблюдения не оценивали.

Всех выживших животных наблюдали в течение 48 ч после операции с приемом жидкости через 8-10 ч и питанием жидкой пищей через 24 ч после операции. Дренаж в области ворот печени убирали в течение 1 сут, ориентируясь на количество отделяемого. Ни в одном случае не зафиксировано клинических признаков билиарного блока (иктеричность склер, кожных покровов).

Заключение

По мере обучения и профессионального роста даже такая сложная операция, как ортотопическая трансплантация печени, становится предсказуемой, что позволяет выполнять ее с хорошими результатами. Проведенная работа еще раз доказывает необходимость обучения хирургов на анимальных моделях в условиях экспериментальной хирургической операционной.

Благодарность

Авторы благодарят сотрудников кафедры нормальной и топографической анатомии с курсом оперативной хирургии ДВГМУ, заведующую кафедрой доктора медицинских наук, доцента Елену Юрьевну Животову, а также администрацию ДВГМУ и ректора, доктора медицинских наук, профессора Константина Вячеславовича Жмеренецкого. Отдельно авторы благодарят заведующего курсом топографической анатомии и оперативной хирургии доктора медицинских наук, профессора Бориса Михайловича Когута за неоценимую помощь делом и мудрым советом и содействие во всех начинаниях.

Литература

1. Готье С.В., Константинов Б.А., Цирульникова О.М. Трансплантация печени : руководство для врачей. М. : Медицинское информационное агентство, 2008. 248 с.

2. Лопухин Ю.М. Экспериментальная хирургия. М. : Медицина, 1971. 344 с.

3. Шумаков В.И., Мойсюк Я.Г. и др. Эволюция хирургической техники ортотопической трансплантации печени // Вестн. трансплантол. и искусственных органов. 2006. No 2. С. 18-23.

4. Busutti R.W., Klintmalm Goran B.G. Transplantation of the Liver. 3rd ed. Elsevier, 2015.

5. Calleja K.J., Martin C.J. et al Combined small bowel and reduced liver transplantation in pigs // Rev. Esp. Enferm. Dig. 1997. Vol. 89, N 5. P. 375-384.

6. Calne R.Y., Yoffa D.E. et al. A Technique of orthotopic liver transplantation in the pig // Br. J. Surg. 1968. Vol. 55, N 3. P. 203- 206.

7. David A.I., Chida V.V. et al. Multivisceral transplantation in pigs: a model for research and training // Einstein (Sao Paulo). 2011. Vol. 9, N 3. Pt 1. P. 372-376.

8. Eisele P.H., Woodle E.S. et al. Anesthetic, preoperative and postoperative considerations for liver transplantation in swine // Lab. Anim. Sci. 1986. Vol. 36, N 4. P. 402-405.

9. Esmaeilzadeh M., Nickkholgh A. et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature // Ann. Transplant. 2012. Vol. 17, N 2. P. 101-110.

10. Falcini F., Martini E. et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular // Il Giornale di Chirurgia. 1990. Vol. 11, N 4. P. 206-210.

11. Filipponi F., Benassai C. et al. Biliary tract complications in orthotopic liver transplantation: an experimental study in the pig // Ital. J. Surg. Sci. 1989. Vol. 19, N 2. P. 131-136.

12. Filipponi F., Falcini F. et al Orthotopic liver transplant in pigs: several variations of the surgical technic // Il Giornale di Chirurgia. 1989. Vol. 10, N 7-8. P. 374-378.

13. Flye M.W., Bishelli D. Atlas of Organ Transplantation. Philadelphia : W.B. Saunders, 1995.

14. Goto S. Orthotopic liver transplantation in miniature pigs: some technical considerations in recipient // Nihon Geka Gakkai Zasshi. 1988 Feb. Vol. 89, N 2. P. 215-226.

15. Gruttadauria S., Marino G. et al. Porcine orthotopic liver autotransplantation: facilitated technique // J. Invest. Surg. 2001. Vol. 14. P. 79-82.

16. Guarrera J.V., Estevez J. et al. Hypothermic machine perfusion of liver grafts for transplantation: Technical development in human discard and miniature swine models // Transplant. Proc. 2005. Vol. 37. P. 323-325.

17. Heuer M., Reinhardt R. et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass // Eur. Surg. Res. 2010. Vol. 45. P. 20-25.

18. Kaiser G.M., Heuer M.M. et al. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs // J. Surg. Res. 2006. Vol. 130. P. 73-79.

19. Kelly M.D., Demetris A.J. et al. Porcine partial liver transplantation: A novel model of the "small-for-size" liver graft // Liver Transpl. 2004. Vol. 10, N 2. P. 253-263.

20. Kirk A.D., Knechtle S.J. et al. Textbook of Organ Transplantation. Hoboken, NJ : Wiley-Blackwell, 2014. 1794 p.

21. Mehrabi A., Fonouni H. et al. Current concepts in transplant surgery: liver transplantation today // Langenbecks Arch. Surg. 2008. Vol. 393. P. 245-260.

22. Memsic L., Quinones-Baldrich W. et al. A Comparison of Porcine Orthotopic Liver Transplantation Using a Veno-Venous Bypass with and without Nonpulsatile Perfusion Pump // J. Surg. Res. 1986. Vol. 41. P. 33-40.

23. Pinna A.D., Ercolani G. Abdominal Solid Organ Transplantation. Immunology, Indications, Techniques, and Early Complications. Switzerland : Springer International Publishing, 2015. 453 p.

24. Richer J.P., Silvain Ch. et al. Anatomic and radiologic bases of combined transplantation of liver and small intestine in the pig // Surg. Radiol. Anat. 1994. Vol. 16. P. 245-251.

25. Spetzler V.N., Goldaracena N. et al. Technique of Porcine Liver Procurement and Orthotopic Transplantation using an Active Porto-Caval Shunt // J. Vis. Exp. 2015. Vol. 99. Article ID e52055.

26. Swindle M.M., Smith A.C. Best practices for performing experimental surgery in swine // J. Invest. Surg. 2013. Vol. 26. P. 63-71.

27. Swindle M.M., Smith A.C. Swine in the Laboratory. 3rd ed. Taylor and Francis, 2016. 593 p.

28. Torres O.J.M., Pantoja P.B. et al. Hemodynamics alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs // Acta Cir. Bras. 2008. Vol. 23, N 2. P. 135- 139.