Рис. 6. Аортограммы инфраренального отдела с образцом протеза СКФ-26 + Ф-26 (стрелки) на 3-и и 30-е сутки
Fig. 6. Infrarenal aortic aortogram with a sample of the FKM-26 + F-26 prosthesis (arrows) on the 3 and 30 days
При гистологическом и иммуногистохимическом исследовании микропрепаратов видно, что структура всех образцов ПКС сохранилась через 1 мес после имплантации. Капсула протезов из ПТФЭ состояла из фиброзной ткани с хаотично расположенными гладкомышечными клетками и явлениями петрификации (рис. 7, 8). Капсула протезов из ПКЛ содержала воспалительные инфильтраты из лимфоцитов и гистиоцитов и состояла из фиброзной ткани с единичными гладкомышечными клетками, капсула протезов из ПУ содержала немного больше гладкомышечных клеток, однако они расположены в капсуле без видимой структурной организации.
В отличие от этих протезов, капсула у образцов протезов из СКФ-26 + Ф-26 состояла из соединительной ткани, содержащей большое количество клеток фибробластического ряда, множество из них имели положительную реакцию на гладкомышечный а-актин. Соединительнотканные клетки проникали в строму протеза, причем среди них тоже обнаружено умеренное количество гладкомышечных клеток. Внутренняя капсула протеза состояла из зрелой соединительной ткани с большим количеством гладкомышечных клеток, расположенных слоями, как продольно, так и поперек по отношению к оси протеза. Внутренняя поверхность капсулы была полностью покрыта эндотелием (рис. 9, 10).
Рис. 7. Микрофотографии протеза из ПТФЭ. Окраска гемотоксилином и эозином: А - область дистального анастомоза, во внутренней капсуле хаотично расположенные клетки фибробластического ряда, в том числе гладкомышечные клетки; ×200; Б - в наружной капсуле - фиброзная ткань с признаками воспалительной реакции (ВР); на внутренней и наружной поверхности протеза - полоса кальциноза (стрелки); ×100
Fig. 7. Micrograph of the e-PTFE prosthetic sample. Staining with hematoxylin and eosin. А - the area of the distal anastomosis. The inner capsule contains chaotically located fibroblastic cells, including smooth muscle cells. Magnification, х200; В - in the outer capsule - fibrous tissue with a sign of an inflammation (IR). On the inner and outer surfaces of the prosthesis - a band of calcification (arrows). Magnification, х100
Рис. 8. Микрофотография протеза из ПТФЭ. Иммуногистохимическое исследование, х100. Хаотичное расположение гладкомышечных клеток во внутренней капсуле
Fig. 8. Micrograph of the e-PTFE prosthetic sample. Immunohistochemical studies. Magnification, х100. Chaotic arrangement of smooth muscle cells (brown) in the inner capsule
Рис. 9. Микрофотография образца протеза из СКФ-26 + Ф-26 (окраска гемотоксилином и эозином, ×100). Гладко-мышечные клетки расположены в продольном (черная стрелка) и в поперечном направлении по отношению к оси сосуда (красная стрелка). Имеются участки заселения клетками фибробластического ряда стромы протеза
Fig. 9. Micrograph of the FKM-26 + F-26 prosthetic sample. Staining with hematoxylin and eosin. Magnification, х100. Smooth muscle cells are located in the longitudinal (black arrow) and transverse directions in relation to the axis of the vessel (red arrow). There are areas of colonization by cells of the fibroblastic row of the stroma of the prosthesis
Рис. 10. Микрофотография образца протеза из СКФ-26 + Ф-26. Иммуногистохимическое исследование (×200).
Гладкомышечные клетки (коричневого цвета) во внутренней оболочке протеза расположены поперечно (красная стрелка) и продольно (черная стрелка)
Fig. 10. Micrograph of the FKM-26 + F-26 prosthetic sample. Immunohistochemical studies. Magnification, х200. Smooth muscle cells (brown) in the inner shell of the prosthesis are located transversely (red arrow) and longitudinally (black arrow)
Таким образом, капсула ригидных (ПКЛ, ПТФЭ) и слабоподатливых (ПУ) протезов характеризуется хаотичной структурой соединительной ткани и малым количеством гладкомышечных клеток, тогда как капсула эластичных протезов содержит большое количество гладкомышечных клеток, структурно ориентированных вдоль и поперек сосуда. Это говорит о появлении признаков клеточной дифференциации в капсуле в сторону гладкомышечных клеток.
Обсуждение
По коэффициенту тромбогенности наихудший результат получен для полимера СКФ-26 + Ф-26, который по этому показателю во всех экспериментах существенно отличался даже от контрольного материала Ф-4, известного высокой тромбогенностью [15]. В других ранее опубликованных исследованиях было показано, что материал ПКЛ in vivo проявлял низкие тромбогенные свойства [16, 17], что подтверждено и результатами данной работы.
При этом, по нашим данным, именно сосудистые протезы, содержащие СКФ-26, показали наилучший результат при имплантации в инфраренальный отдел брюшной аорты свиньи. По данным аортографии, образцы протезов СКФ-26 + Ф-26 сохраняли пульсацию в течение 30 сут, в отличие от образцов протезов из ПУ, ПКЛ и ПТФЭ. Ремоделирование проточного канала было наименее выражено у образцов протезов СКФ-26 + Ф-26, о чем свидетельствует незначительное изменение диаметра отрезков аорты через 1 мес после имплантации. По результатам гистологического исследования капсула образцов протезов из ПУ, ПТФЭ и ПКЛ не имела структурной организации и сохраняла признаки хронического продуктивного воспаления, тогда как капсула образцов протезов СКФ-26 + Ф-26 оставалась достаточно тонкой и не имела явных признаков воспаления.
Ригидные синтетические ПКС в зависимости от тромбогенности вызывают различную степень воспаления в соединительнотканной капсуле, но в этой зрелой капсуле никогда не проявлялись признаки дифференциации [18]. Единственным признаком организации являлась относительно быстрая эндотелизация внутренней капсулы у самых лучших синтетических протезов, если имплантируемый образец имел небольшую длину. При имплантации эластичного протеза впервые были обнаружены признаки клеточной дифференциации капсулы, что ставит эти протезы на качественно более высокий уровень по сравнению с существующими ригидными синтетическими протезами.
Эластичность синтетических сосудистых протезов существенно повышает их способность к вживлению в ткани биологического сосуда. Пусковым механизмом для дифференциации ткани капсулы может являться приложение адекватной пульсовой нагрузки к ткани формируемой капсулы. В капсуле образцов протезов СКФ-26 + Ф-26 происходит трансформация клеток фибробластического ряда в гладкомышечные клетки, которые располагаются во внутренней капсуле слоями (продольно и поперечно) аналогично нативной аорте.
Заключение
При имплантации в брюшную аорту свиньи нового эластичного сосудистого протеза показан более высокий уровень интеграции в биологические ткани, несмотря на относительно высокие показатели тромбогенности материала. В капсуле протеза отмечены признаки клеточной дифференциации.
Литература
1. Talygin E.A., Zhorzholiani Sh.T., Tkhagapsova M.M., Tsygankov Y.M., Agafonov A.V., Gorodkov A.Y. et al. Reconstruction of swirling blood flow in the heart and aorta on the basis of measurements of dynamic geometry and elastic properties of the flow channel // Vol. 3: Biomedical and Biotechnology Engineering. American Society of Mechanical Engineers, 2018.
2. Zhorzholiani S.T., Mironov A.A., Talygin E.A., Tsyga-nokov Yu.M., Agafonov A.V., Kiknadze G.I. et al. Analysis of dynamic geometric configuration of the aortic channel from the perspective of tornado-like flow organization of blood flow // Bull. Exp. Biol. Med. 2018. Vol. 164, N 4. P. 514-518.
3. Apostolakis I.Z., McGarry M.D., Bunting E.A. et al. Pulse wave imaging using coherent compounding in a phantom and in vivo // Phys. Med. Biol. 2017. Vol. 62, N 5. P. 1700.
4. Chen Q., Wang Y., Zhi-Yong L. Re-examination of the mechanical anisotropy of porcine thoracic aorta by uniaxial tensile tests // Biomed. Eng. Online. 2016. Vol. 15, N 2. P. 167.
5. Schlicht M.S., Khanafer K., Duprey A. et al. Experimental foundation for in vivo measurement of the elasticity of the aorta in computed tomography angiography // Eur. J. Vasc. Endovasc. Surg. 2013. Vol. 46, N 6. P. 447.
6. Lee J.H., Oh S.H., Kim W.G. MMA/MPEOMA/VSA copolymer as a novel blood-compatible material: ex vivo platelet adhesion study // J. Mater. Sci. Mater. Med. 2004. Vol. 15. P. 155-159.
7. Yahye M., Martin K., Robert G. Acute thromboge-nicity of intact and injured natural blood conduits versus synthetic conduits: neutrophil, platelet, and fibrin(ogen) adsorption under various shear-rate conditions // J. Biomed. Mater. Res. 1997. Vol. 34, N 4. P. 477-485.
8. Zhorzholiani Sh.T.,Talygin E.A., KrasheninnikovS.V., Tsigankov Y.M. et al. Elasticity change along the aorta is a mechanism for supporting the physiological self-organization of tornado-like blood flow // Hum. Physiol. 2018. Vol. 44, N 5. P. 532-540.
9. Tsygankov Y.M., Zhorzholiani S.T., Khugaev G.A. et al. The effect of mechanical properties of synthetic prostheses made by electrospinning on the results of experimental implantation in the infrarenal abdominal aorta // Ann. Vasc. Surg. 2021. Vol. 70. P. 506516.
10. Доброва Н.Б., Носкова Т.И., Новикова С.П., Городков А.Ю. Сборник методических рекомендаций по оценке биосовместимых свойств искусственных материалов, контактирующих с кровью. Москва : Комитет по новой медицинской технике Минздрава СССР, 1991. 70 с.
11. Daum R., Visser D., Wild C. et al. Fibronectin adsorption on electrospun synthetic vascular grafts attracts endothelial progenitor cells and promotes endothelial-ization in dynamic in vitro culture // Cells. 2020. Vol. 9, N 3. P. 778.
12. Gostev А.А., Shundrina I.K., Pastukhov V.I. et al. In vivo stability of polyurethane-based electrospun vascular grafts in terms of chemistry and mechanics // Polymers. 2020. Vol. 12, N 4. P. 845.
13. EUROGUIDE. On the accommodation and care of animals used for experimental and other scientific purposes. London : FELASA: Federation of European Laboratory Animal Science Associations, 2007.
14. European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for Experimental and Other Scientific Purposes EST No. 123. Strasbourg, 18.03.1986.
15. Сидоренко ЕС. Методология оценки гемосовместимых имплантируемых материалов // Вестник РУДН. Серия: Экология и безопасность жизнедеятельности. 2005. № 1 (11). С. 109-112.
16. Cuenca J.P., Padalhin A., Lee B.-T. Small-diameter decellularized vascular graft with electrospun polycap-rolactone // Mater. Lett. 2021. Vol. 284, pt 2. Article ID 128973.
17. Zhao L., Li X., Yang L. et al. Evaluation of remodeling and regeneration of electrospun PCL/fibrin vascular grafts in vivo // Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 2021. Vol. 118. Article ID 111441.
18. Singh С., Wong C.S., Wang X. Medical textiles as vascular implants and their success to mimic natural arteries // J. Funct. Biomater. 2015. Vol. 6. P. 500-525.